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120 Capltulo 5
A. ¿La porción de proteína o la de RNA actúa como cata- lizador en esta reacción? Explique qué reacciones le ayudaron a llegar a su conclusión. B. Proponga la función de la espermidina en las dos últi- mas reacciones.
Pregunta 15. El genoma del bacteriófago QB está formado por unos 4 000 nucleótidos de RNA monocatenario.
Dentro del hospedador E. coli, la duplicación de este geno-
ma requiere una RNA polimerasa dependiente de RNA,
compuesta por proteínas bacterianas y del fago. Cabe des- tacar que la replicasa se une a una región en el centro del genoma del virus, pero debe comenzar a copiar el extremo 3’ de la plantilla de RNA para producir una nueva cadena de ácido ribonucleico en la dirección 5’ a 3”. Los investiga- dores desarrollaron la hipótesis de que la presencia de un
seudonudo pronosticado en el genoma de QB permitia que
la replicasa tuviese acceso al extremo 3' del RNA. Para
comprobar su hipótesis, cuantificaron la eficacia de dupli- cación in vitro mediante el uso de la replicasa de tipo sal- vaje y diferentes versiones del RNA de QB con mutaciones en una región fundamental para la formación del seudonu- do pronosticado. Centraron la atención de modo específi- co en una región de ocho nucleétidos del centro del RNA que era complementaria de la horquilla terminal 3”. A con- tinuación se presentan las secuencias de tipo salvaje y mutante y los datos de duplicación.
Tipo salvaje 5-UAAAGCAG-3" GUUUCGUC
Mutante A 5-UAAACGAG-3' GUUUCGUC Mutante B_5-UAAAGCAG- GUUUGCUC Mutante C 5-UAAACGAG-3" GUUUGCUC
Eficacia de duplicación in vitro (en relación con el tipo sal-
vaje)
Tipo salvaje: 100% Mutante 1,6% Mutante B: 0,6% Mutante C: 42%
A. Pronostique por qué la eficacia de la duplicación es tan baja en el Mutante A. B. Pronostique por qué la eficacia de la duplicación se restablece a casi la mitad de los niveles de la del tipo salvaje en el Mutante C. C. ¿Cree usted que los resultados sustentan o refutan la
hipótesis de que la presencia de un seudonudo afecta
la duplicación?
Datos adaptados de Klovins y van Duin (1999. J. Mol. Biol. 294:875-884).
CAPÍTULO
La estructura
de las proteínas
LAS que contienen muchas copias de un bloque de construcción más
pequeño, unidas de modo covalente. Los bloques constitutivos de las
proteinas son los a-aminoácidos, de los que hay 20 que aparecen con regula- ridad en las proteínas de los organismos vivos y son especificados por el códi- go genético. Algunos de ellos pueden modificarse una vez dentro de una pro- teína, de modo que la variedad real en las proteínas aisladas de las células o los tejidos es un poco mayor.
I AS PROTEÍNAS SON POLÍMEROS, ESTO SIGNIFICA QUE SON MOLÉCU-
CONCEPTOS BASICOS
Aminoácidos
El carbono e (C,) de un aminoácido tiene cuatro sustituyentes (Fig. 6-1), dis- tintos uno de otro excepto en el caso del aminoácido más simple, la glicina. Tres de estos sustituyentes en todos los aminoácidos naturales son un grupo amino, un grupo carboxilo y un protón. El cuarto, que a menudo se anota con el símbolo R y a veces se denomina “grupo R”, es la única característica dis- tintiva. El grupo R también recibe el nombre de “cadena lateral”, por razones que se explican en la sección siguiente. Debido a que sus cuatro sustituyentes son distintos (excepto en la glicina), el C, es un centro quiral. Todos los ami- noácidos que forman parte de las proteínas comunes tienen la configuración
L en ese centro; los D-aminoácidos se encuentran en otros tipos de moléculas
(incluso pequeños polipéptidos semejantes a prolefnas en microorganismos). Las propiedades de su grupo R determinan las características específicas de un aminoácido. La polaridad del grupo, que se correlaciona con su solubili- dad en agua, es una propiedad decisiva; el tamaño es otra. Conviene aglome- rar los grupos R de los 20 aminoácidos“T codificados por el código genético en las categorías siguientes: 1) neutros (o sea, sin carga) y no polares; 2) neu- tros y polares; y 3) con carga (Fig. 6-2). El tamaño (volumen) de la cadena late-
ral es de importancia particular para los aminoácidos no polares porque, como se verá más adelante, estas cadenas laterales se acumulan en el interior compacto de una proteína y, por ende, los papeles funcionales de la glicina y
*NT No debe olvidarse que la selenocistefna, que forma parte de enzimas como la glutatión pero-
xidasa y la tiroxina desyodasa, también tiene su propio aminoacil-tRNA y por ende es el amino-
ácido número 21
NTENIDO
Conceptos básicos, 121
La importancia del agua, 125
La estructura de las proteínas puede describirse en cuatro niveles, 126
Dominios proteicos, 130
De la secuencia de los aminoácidos a la estructura tridimensional, 134
Cambios de conformación en las proteínas, 136
Las proteinas como agentes de reconocimiento molecular especifico, 137
Enzimas: proteínas como catalizadores, 141
Regulación de la actividad proteica, 142
- |S —
Grupo Cadena Grupo Grupo Cadena Grupo
amino —lateral “carboxilo — amino — lateral carboxilo
HO
H o HR
| | /
/N\C/ \N/C
'_(\ | Il
R H [o)
FIGURA 63 Formación del enlace peptidico.
los componentes de la cadena se conocen como residuos de aminoácidos, o
a veces sólo “residuos”, cuando el término “aminoácidos” resulta obvio por el contexto. El enlace peptídico tiene carácter de enlace doble parcial; los componentes carbonilo y amida son cuasi coplanares y casi siempre están en una configuración trans (Fig. 6-4).
Cadenas polipeptídicas
El término conformación describe una disposición de átomos con unión quí-
mica en tres dimensiones y, por ende, aquí se menciona la conformación de una cadena polipeptídica o, expresado de manera más sencilla, de su “estruc- tura plegada” o plegamiento. Si se sigue la secuencia de uniones covalentes
La estructura de las proteinas — 123
FIGURA 6-4 Los ángulos de torsión $ y y.
a) Este diagrama muestra los puntos de giro de la columna central del péptido. b) El ángulo de torsión ¢ corresponde a la rota- ción alrededor del enlace N-Ca; aquí la con- formación corresponde a un valor de $ =
180°. c) El ángulo de torsión y corresponde
a la rotación alrededor del enlace Ca-C; la conformación que se muestra aquí repre- senta y = 0°. (Adaptado de Kuriyan ). et. al.
- The molecules of life. € Garland Science/Taylor & Francis LLC; Branden C. and Tooze J. 1999. Introduction to protein structure, p. 8, Fig. 1-6. 6 Garland Science/Taylor & Francis LLC. Reproducido
con autorización).
124 Capltulo 6
a lo largo de una cadena polipeptídica, hay tres enlaces por residuo de aminoácido —uno que vincula el grupo NH con el C,, otro que une el G, al carbonilo y, por último, el enlace peptídico con el siguiente residuo de la cadena—. Los dos primeros son enlaces simples con rotación torsional relati-
vamente libre alrededor de ellos (Fig. 6-4), pero el enlace peptídico tiene muy
poca libertad de rotación debido a su carácter de enlace doble parcial. Por consiguiente, los valores de los ángulos de torsión alrededor de los dos pri- meros enlaces columnares de cada residuo, más los ángulos de torsión para cada enlace simple en cada cadena lateral, especifican la conformación de la cadena polipeptídica. Por convención, los dos ángulos de la columna se ano- tan con las letras griegas ¢ y y. Muchas combinaciones de estos dos ángulos conducen a colisiones atómicas, lo que restringe la libertad de conformación de una cadena polipeptídica a ciertos rangos en cada ángulo (véase el Recuadro 6-1, Diagrama de Ramachandran).
Tres aminoácidos con propiedades de conformación
especiales
La glicina, la prolina y la cisteína tienen propiedades especiales. Dado que su grupo R es solo un protón, la glicina no es quiral y muestra una libertad de conformación mucho mayor que cualquier otro aminoácido. Por el contrario,
la prolina, en la que la cadena lateral tiene un enlace covalente con N al igual
que con C (lo que, en sentido estricto, la convierte en un iminoácido), pre- senta menos libertad de conformación que muchos otros aminoácidos. Además, la ausencia de posibilidad de formación de enlaces de hidrógeno de un grupo NH restringe su participación en estructuras secundarias (véase la sección titulada La estructura de las proteínas puede describirse en cuatro
niveles).
La cisteína, con un grupo sulfhidrilo (-SH) en su cadena lateral, es el ami- noácido que es sensible a la oxidación-reducción en condiciones más o menos fisiológicas. Dos cisteínas, ubicadas en la posición correcta una enfrente de la otra en una proteína plegada, pueden formar un enlace disul- furo por oxidación de los dos grupos —SH a S-S (Fig. 6-5). (El par de amino-
RECUADRO 6-1 Diagrama de Ramachandran: combinaciones permitidas de los ángulos de torsión ¢ y y de la cadena principal
G.N. Ramachandran y colaboradores (1963) estudiaron todas las n
combinaciones posibles de los ángulos de torsión ¢ y y (que se
muestran en la Fig. 6-4) y determinaron las combinaciones que evitaban las colisiones atómicas (“permitidas”) y las que condu- cian a choques (*prohibidas”). El gráfico bidimensional que mues- tra las combinaciones permitidas y prohibidas en la actualidad se conoce como “diagrama de Ramachandran” (Recuadro 6-1 Fig. 1). Las conformaciones columnares de las estructuras secundarias regulares tienen los valores de ¢ y y indicados: hélice a dextrógi- ra; hebra B; hélice de poliprolina (una estructura enrollada triple que adoptan con preferencia los segmentos continuos de proli- na); hélice 3,, (una hélice con 3,3 residuos por vuelta, de paren- tesco estrecho con la hélice a, que tiene 3,6 residuos por vuel- ta); y hélice a levógira, Lot (solo permitida para la glicina porque carece de cadena lateral).
RECUADRO 6-1 FIGURA | El diagrama de Ramachandran. Las áreas “permitidas” aparecen sombreadas en azul. (Modificado de Ramachandran G.N., et al. 1963. Stereochemistry of polypeptide chain configurations.J. Mol. Biol. 7:95-99).
©
Elsevier
126 Capitulo 6
FIGURA 6-6 Agua: la estructura con enla- ces de hidrógeno del hielo. En el hielo, cada molécula de agua dona dos enlaces de
hidrógeno (de sus dos protones [en viole-
tal) a electrones de par solitario en un oxf-
geno de su vecina (en rojo) y acepta dos
enlaces de hidrógeno en pares solitarios de
su propio oxigeno. Los enlaces de hidróge- no se muestran como líneas de puntos rojas. Cuando el hielo se derrite, la red de
enlaces de hidrógeno fluctúa y se desintegra
en forma temporal, pero las moléculas de
agua individuales mantienen (en promedio)
la mayor parte de sus cuatro enlaces de
hidrógeno con sus vecinas. En consecuen-
cía, la estructura del agua liquida se parece
a una versión fluctuante y distorsionada de
la reticula del hielo que se ilustra aquí.
con lo que se secuestran los residuos del primer tipo y se exponen los del
segundo. De la enorme cantidad de secuencias posibles para una cadena
polipeptídica con el promedio de tamaño, muchas no pueden plegarse de
esta forma —si se producen permanecen como cadenas extendidas de fluctua-
ción aleatoria en solución (a veces denominadas hélices aleatorias) o se aglo- meran porque los grupos hidrófobos en una cadena polipeptídica se acumu- lan junto con los grupos hidrófobos en otras cadenas—.
LA ESTRUCTURA DE LAS PROTEÍNAS PUEDE
DESCRIBIRSE EN CUATRO NIVELES
Cuando se analiza y se describe la estructura de las proteínas resulta útil dis-
tinguir cuatro niveles de organización (Fig. 6-7). El primer nivel, la estructu-
ra primaria de una proteína, es simplemente la secuencia de los residuos de
aminoácidos en la cadena polipeptídica. Como se mencionó, el código gené- tico especifica la estructura primaria de una proteína en forma directa. En consecuencia, la estructura primaria es solo una sucesión monodimensional (1D) que especifica un patrón de enlaces químicos; los tres niveles restantes dependen de las características tridimensionales (3D) de una proteína.
La estructura secundaria de una proteína hace referencia a la conforma-
ción local de su cadena polipeptídica —la disposición 3D de un segmento corto de residuos de aminoácidos—. Hay dos estructuras secundarias muy regulares que aparecen con frecuencia en las proteínas de la naturaleza por-
que estas dos conformaciones locales son estables en particular para una
cadena de 1-aminoácidos (Recuadro 6-1). Una de ellas se denomina hélicea
(Fig. 6-8a). La columna polipeptídica se enrosca en sentido dextrógiro alre-
dedor del eje de la hélice, de modo que se formen enlaces de hidrógeno entre
el grupo carbonilo de cadena principal de un residuo y el grupo amida de
cadena principal de un residuo ubicado cuatro posiciones más adelante en la
cadena. La otra conformación regular recibe el nombre de cadena, filamento
o hebra B (Fig. 6-8b). Es una conformación extendida en la que las cadenas laterales se proyectan de manera alternada hacia uno u otro lado de la colum- na polipeptídica, y los grupos amida y carbonilo se proyectan lateralmente,
54A
residuos)
IFMOFIPNIOXRTZON
Primaria Secundaria Terciaria
FIGURA 6-7 Niveles de estructura de las proteínas, ilustrados por la hemoglobina. La “estructu- ra primaria” se refiere a la secuencia de los aminoácidos en la cadena polipeptídica. Aquí se muestra en código de una letra la estructura primaria de un segmento de una subunidad de la hemoglobina. La "estructura secundaria” comprende las estructuras locales regulares, con enlaces de hidrógeno repe- tidos en la columna central del péptido. En esta figura aparece una parte de una de las hélices o lar- gas de la subunidad hemoglobinica. Por “estructura terciaria” se entiende la estructura plegada de una
cadena polipeptídica completa (o de un dominio individual de una proteina de multidominios). En el
dibujo se ilustra una de las cuatro subunidades proteicas de la hemoglobina. Las líneas de puntos deli- mitan el segmento de hélice a que corresponde a las estructuras primaria y secundaria que se mues- tran a la izquierda. La “estructura cuatemaria" se refiere a la disposición de varias subunidades proteicas en un complejo más grande. La hemoglobina es un tetrámero de dos “cadenas a y dos “cadenas B', pero los dos tipos de cadenas tienen estructuras terciarias muy semejantes, como puede verse en el dibujo. (Modificado de una ilustración de Iving Geis. Derechos propiedad del Howard Hughes Medical Institute).
también en forma alternada. La columna de aminoácidos no se halla estirada
por completo, de modo que la hebra tiene un carácter apenas plegado o en
zigzag. En las proteínas plegadas, las hebras B forman láminas unidas por
enlaces de hidrógeno de cadena principal. Son posibles patrones de forma-
ción de enlaces de hidrógeno paralelos o antiparalelos, que a veces se deno-
minan láminas plegadas B paralelas o antiparalelas, respectivamente. En las
proteínas reales, con frecuencia se encuentran diversas láminas mixtas —en
lugar de direcciones de hebras alternantes de modo estricto o unidirecciona-
les de modo estricto—.
La estructura terciaria de una proteína es la disposición plegada tridimen- sional, por lo general compacta, que adopta la cadena polipeptídica en con-
diciones fisiológicas. Algunos segmentos de la cadena pueden ser hélices oo
hebras B; el resto tiene conformaciones menos regulares (p. ej., vueltas o asas entre los elementos de estructura secundaria que les permiten apretarse entre sí). En una sección siguiente se esbozarán formas de describir y clasificar posibles estructuras terciarias. Por lo general, las estabilidades de las estruc- turas secundaria y terciaria de una cadena polipeptídica dependen una de otra. Muchas proteínas se componen de más de una cadena polipeptídica: la
estructura cuaternaria se refiere a la forma en la que las cadenas plegadas
individuales se asocian entre si. Pueden distinguirse casos en los que hay una cantidad definida de copias de un solo tipo de cadena polipeptídica (que en este contexto por lo general recibe el nombre de “subunidad” o “protómero”)
La estructura de las proteínas
Cuaternaria
y casos en los que hay cantidades definidas de cada uno de más de un tipo de subunidad. En los casos simples, la forma en que se asocian lassubunida- des no cambia el modo en que se pliegan los polipéptidos individuales. Sin embargo, a menudo las estructuras terciarias o incluso secundarias de los componentes de un oligómero proteico (esto es,una proteína compuesta por una pequeña cantidad de subunidades) dependen de su asociación entre sí. En otras palabras, las subunidades individuales adquieren estructura secun- daria oterciaria solo si también adquieren estructura cuaternaria. Un ejemplo común es el superenrollamiento o-helicoidal: dos (y a veces tres o incluso cuatro) cadenas polipeptidicas, idénticas o diferentes, adoptan conformacio- nes a-helicoidales y se enroscan entre síen forma muy laxa (Fig. 6-9a). Las cadenas individuales en general no son estables como hélices a cuando están solas —si se pierde la interacción oligomérica, las hélices separadas se desen-
redan en cadenas polipeptídicas desordenada
La estructura de las proteinas — 129
FIGURA 6-9 El factor de transcripción GCN4 de levadura. a) Tres vistas de la estructura de la hélice superenrollada del
GCN4. (Izquierda) Representación que
muestra los enlaces químicos como varillas
y los átomos como intersecciones, con el
carbono en gris, el oxigeno en rojo y el nitró-
geno en azul. Los extremos carboxilo termi-
nales de las dos cadenas polipeptídicas
idénticas aparecen ariba. Nótese la escalera
de cadenas laterales hidrófobas (en su
mayor parte grises) en la interfaz entre las
dos hélices. (Centro) Representación con la
columna central polipeptídica como una
cinta idealizada y las cadenas laterales como
varillas. Obsérvese que las dos cadenas se enrollan una alrededor de la otra en forma
laxa. (Derecha) La misma representación
que en el centro, pero en vista superior del extremo. b) Estructura del complejo de GCN4 con el DNA que ilustra la transición desorden-a-orden de la llamada “región basica” —el segmento aminoterminal con
respecto a la hélice superenrollada que, al
unirse, se pliega en una hélice o en el surco
mayor del DNA-. Imágenes preparadas con PyMOL (Schródinger, LLC).
130 Capitulo 6
DOMINIOS PROTEICOS
De modo caracteristico, las cadenas polipeptidicas
se pliegan en un dominio o más
El plegamiento de una cadena polipeptidica crea u Tior” y, por ende, genera cadenas laterales de aminoácidos ocultas y expues- tas, respectivamente. Si la cadena polipeptídica es demasiado corta, no hay conformaciones que oculten grupos hidrófobos suficientes para estabilizar una estructura plegada. Si es demasiado larga, es probable que la comple- jidad del proceso de plegamiento genere errores. Como resultado de estas
restricciones, la mayor parte de las conformaciones plegadas estables com-
prenden más o menos entre 50 y 300 residuos de aminoácidos. Las cadenas polipeptidicas más largas por lo general se pliegan en módulos defi reciben el nombre de dominios (v
Cada uno de los dos o más dominios de una cadena polipeptídica plega-
da, a veces contiene una secuencia continua de residuos de aminoácidos. Sin
RECUADRO 6-2 Glosario de términos
Carabina (proteina tutora o “chaperona”): una proteina que aumenta la probabilidad de que otra proteína adquiera su ple- gamiento nativo, en general porque impide la aglomeración o despliega una cadena polipeptidica mal plegada de modo que pueda “intentar otra vez" adquirir el plegamiento correcto. Desnaturalización: desaparición del plegamiento de una protel- na o de un dominio proteico, por la acción de temperaturas al- tas o agentes como la urea, el clorhidrato de guanidinio o deter- gentes enérgicos (“desnaturalizantes”). Domi una parte de una cadena polipeptidica con una estruc- tura plegada que no depende de ninguna de las otras partes de la proteína para su estabilidad. Dominios homólogos (o proteinas homólogas): dominios (o proteinas) que derivan de un ancestro común. Por necesidad tienen el mismo plegamiento y con frecuencia (pero no siem- pre) presentan secuencias de aminoácidos que se reconocen
como similares.
Ectodominio: la parte de una proteina de membrana de paso simple que se encuentra en el lado extemo del plasmalema. Estructura cuaternaria: proteína oligomérica.
organizacion multisubunitaria de una
Estructura primaria: secuencia de aminoácidos de una cadena polipeptidica. Estructura secundaria: elementos de estructura de cadena polipeptidica regular con enlaces de hidrógeno de cadena principal seguros. Las estructuras secundarias frecuentes en las proteinas son la hélice a y las láminas B paralela y antipa- ralela. Estructura terciaria: la conformación tridimensional, plegada, de una cadena polipeptidica. Glucosilación: adición de una cadena, a veces ramificada, de monosacáridos (glucanos) a una cadena lateral de una protei- na. Los glucanos pueden ser N-ligados (unidos a la amida de la
cadena lateral de la asparagina) u O-ligados (unidos al hidroxi- lo de la cadena lateral de la serina o la treonina). Modelado por homología: modelado de la estructura de un do- minio sobre la base de la estructura de un dominio homólogo. Motivo (estructural): una subestructura de dominio que se encuentra en muchas proteínas diferentes, a menudo con algu- nas propiedades de secuencia de aminoácidos características (p. €}, el motivo hélice-vuelta-hélice en muchos dominios de reconocimiento del DNA). Motivo (secuencia): una secuencia de aminoácidos corta con propiedades características, con frecuencia las adecuadas para la asociación con un dominio de tipo específico en otra protef- na. (Obsérvese que el término “dominio” a veces se aplica en forma incorrecta a estos motivos de secuencia). Regulación alostérica: control de la afinidad o de la velocidad de una reacción enzimática por un ligando que se une a un sitio distinto de aquel al que se unen los sustratos. El mecanismo de la regulación alostérica a menudo comprende un cambio de la estructura cuaternaria —esto es, una reorientación o un reposi- cionamiento de las subunidades unas con respecto a otras—. Sitio activo (o sitio catalítico): el sitio de una enzima que se une al sustrato, con frecuencia en una configuración que se parece al estado de transición de la reacción catalizada. Topología (o plegamiento): la estructura de la mayor parte de los dominios proteicos puede representarse en forma esque- mática por la conectividad en tres dimensiones de sus elemen- tos de estructura secundaria constitutivos y la compactación de esos elementos unos con respecto a los otros. Jane Richardson presentó los "diagramas de cintas”, del tipo de los que apare- cen en muchas figuras de este capitulo, como formas conve- nientes para visualizar el plegamiento de un dominio (véase el epigrafe de la Fig. 6-10). No todos los plegamientos se encuen- tran en las proteínas naturales (p. ej,, no hay plegamientos anu- dados) y algunos son más frecuentes que otros.
“interior” y un “exte-
idos que
el Recuadro 6-2, Glosario de térmi-
nos); cada dominio suele hallarse dentro del rango de 50 a 300 residuos recién mencionado. Las estructuras de los dominios individuales de estas proteínas son semejantes a aquellas de las proteínas pequeñas de un solo dominio (Fig. 6-10a).
132 Capítulo 6
ras secundarias regulares, incluso dentro de los dominios proteicos plegados de modo compacto. Como consecuencia, es útil clasificar las estructuras de dominios observadas de acuerdo con los tipos de estructuras secundarias presentes en ellos. Se comprueba que aun una cadena polipeptídica relativa- mente corta podría tener, en principio, una cantidad enorme de conformacio- nes plegadas. Solo un número restringido de estas aparece en el catálogo extenso de las estructuras tridimensionales conocidas de las proteínas. Estas tienen no solo una proporción sustancial de sus residuos de aminoácidos en hélices o o láminas B (en lugar de asas irregulares, lo que sería mucho menos probable que permitiese la formación de enlaces de hidrógeno de cadena principal), sino también un patrón de plegamiento 3D relativamente simple. Por ejemplo, los dominios 1g en CD4 (Fig. 6-10a) se componen de dos lámi- nas B —un sándwichB— con cuatro o cinco hebras en una lámina y cuatro en
la otra. Aunque habría muchas formas para que la cadena polipeptídica pasa-
Ta de una de estas ocho o nueve hebras a las siguientes, el patrón observado es uno en el que la cadena describe una curva cerrada dentro de una lámina, con lo que se vinculan dos hebras contiguas, o atraviesa la parte superior o
inferior del dominio hacia la otra lámina. Una propiedad muy importante de
todas las estructuras de dominio conocidas es que la cadena no forma un nudo —esto es, si en forma imaginaria se tirara de sus extremos, todo se abri-
Tía en una línea recta—.
Clases de dominios proteicos
Las clasificaciones de los dominios proteicos permiten descripciones resu- midas simples. Una jerarquía de clasificación muy difundida, plasmada en un banco de datos llamado CATH, comienza con la separación de las protei-
nas en clases de acuerdo con sus estructuras secundarias principales (en su
mayor parte hélice al y hebra B en solitario, una mezcla de las dos, y una cuar-
ta clase para los dominios por lo general pequeños con muy escasa estructu-
ra secundaria). Los niveles más importantes en la jerarquía de clasificación
son el plegamiento (también denominado topología) y la homología. La clase
de plegamiento toma en cuenta no sólo las estructuras secundarias, sino tam-
bién la forma en que la cadena pasa de una hélice o hebra a otra. Esto se ilus-
tra en los diagramas de la Figura 6-11. Las proteínas homólogas son las que presentan semejanzas de secuencias lo suficientemente grandes como para suponer que tienen un origen evolutivo común. Una interrogante sin res-
puesta concierne a la probabilidad de que todos los dominios de una clase de
plegamiento dada tengan un origen común —para los dominios muy comple-
jos parece razonable intuir un origen común—.
FIGURA 6-11 Ejemplos de los tres tipos principales de plegamiento. (Izquierda) Una proteína a- helicoidal en su totalidad (mioglobina). (Centro) Un heterodimero de dos dominios BHilamentosos en
su totalidad (la región variable de una inmunoglobulina; véase el Recuadro 6-3). (Derecha) Un domi-
nio mixto a y B (la GTPasa pequeña Ras). Los colores en cada dominio van del azul oscuro en el extre-
mo amino al rojo en el extremo carboxilo. Imágenes preparadas con PyMOL (Schródinger, LLC).
La estructura de las proteinas — 133
Conectores y bisagras
Las conexiones entre dos dominios de una proteína plegada pueden ser muy cortas, lo que permite una interfaz apretada y rígida entre ellos, o bastante lar- gas, lo que confiere una flexibilidad considerable. Algunas proteínas tienen
conectores flexibles muy largos porque su función dentro de una célula re-
quiere que los dominios en cada uno de los extremos interaccionen por dis- tancias grandes y variables. Las secuencias de aminoácidos de los conectores largos suelen carecer de grupos hidrófobos grandes, cuya conformación flexi- ble y extensible no puede secuestrarse del agua, y tienen otras características simplificadas. Con el dibujo de una molécula de anticuerpo (inmunoglobulina), que apa- rece en el Recuadro 6-3 (La molécula de anticuerpo como ilustración de dominios proteicos), se resume el comentario sobre los dominios y los cua- tro niveles de estructura proteica.
Modificaciones postraduccionales
Diversas modificaciones de las cadenas laterales de los aminoácidos, introdu- cidas después de que la cadena polipeptídica emerge del ribosoma, pueden modular la estructura y la función de una proteína. Una de las más im- portantes es la glucosilación -la adición de un sacárido (“glucano”) o más a
la cadena lateral de una asparagina, o a la cadena lateral de una serina o una
RECUADRO 6-5 La molécula de anticuerpo como ilustración de dominios proteicos
Los anticuerpos circulantes son moléculas de inmunoglobulina G (18G) que contienen dos cadenas pesadas idénticas y dos cade- nas ligeras idénticas. Estas últimas tienen un dominio variable (V,) y uno constante (C,); las cadenas pesadas, uno variable (Vi) y tres constantes (Cy1, C2 y C.3). En consecuencia, hay un total de 12 dominios independientes. V,, y V, son "variables” porque hay una gran genoteca combinatoria que los codifica y porquese producen mutaciones somáticas en el gen seleccionado durante el curso de una respuesta inmunitaria. Los dominios variables determinan la afinidad específica por un antígeno. Los dominios Cy1-3 y G, son “constantes” porque una cantidad mucho menor de estos dominios se vincula con uno de los numerosos domi- nios variables durante la maduración de una célula productora de anticuerpos y porque no son propensos a sufrir mutación somá- tica. En el heterotetrámero armado los dominios se aparean Como se muestra en el Recuadro 6-3 Figura 1: V,, con V, y C
vll
02
3 Cadena pesada
con G, con lo que forman un fragmento Fab (“antigen-binding’, esto es, de unión al antigeno); C,,2 y C,,3 de una cadena pesada con G2 y C,3 de la otra, respectivamente, para formar un frag- mento Fc. El ataque proteolítico controlado escinde en forma selectiva la bisagra, lo que permite la preparación de las partes Fab y Fc. Cada uno de los dominios tiene un pliegue de “dominio de Ig” semejante, que también se ilustra en la Figura 6-11 como un ejemplo de un dominio todo B. El enlace corto (“codo”) entre los dominios variable y constante presenta una flexibilidad restrin- gida. El enlace mucho más largo (bisagra) entre C2 y C3 de cada una de las cadenas pesadas tiene mucha más flexibilidad, lo que permite que los sitios de unión al antigeno (denominados *regiones determinantes de complementariedad”) en el extremo de cada Fab, se orienten y reorienten según las posiciones relati- vas de sus sitios afines en el antigeno.
RECUADRO 6-5 FICURA | Tres representaciones diferentes de la IgG. El panel de la izquierda corresponde a un diagrama esquemático del patrón de asociación, semejante a una “Y”, entre las cuatro cadenas de la IgG. En el centro, un diagrama de “cintas" destaca la estructura secundaria de esta inmunoglobulina. Por último, en el panel de la derecha, una representacion de superficie muestra que las cadenas laterales de las proteínas plegadas se compactan con eficacia para llenar el interior hidrófobo de la proteína. Imágenes preparadas con PyMOL (Schródinger, LLC) y UCSF Chimera.
E PE IMENTO NDAMENTALE
La estructura de las proteinas — 135
RECUADRO 6-4 La secuencia de sus aminoácidos especifica la estructura tridimensional de una proteina (experimento de Anfinsen)
A principios de la década de 1960 Christian Anfinsen y cols. reali- zaron una serie clásica de experimentos que demostraron que la secuencia de aminoácidos de una proteína es suficiente para determinar su estructura plegada correcta y que no se requiere una “maquinaria” de plegamiento extema. Esta conclusión es fun- damental para nuestro conocimiento sobre cómo la secuencia de nucleótidos de un gen en última instancia codifica la información necesaria para especificar la función proteica. La ribonucleasa A es una enzima que escinde la columna de enlaces fosfodiéster del RNA. La enzima tiene actividad cuando se pliega en su confornación nativa pero se toma inactiva cuando pierde su plegamiento por la acción de un desnaturalizante, como la urea o el clorhidrato de guanidinio en concentraciones de 2-5 M. La proteína de 124 residuos tiene ocho cisteinas, que forman cua- tro enlaces disulfuro (véase el Recuadro 6-4 Fig. 1). Estos disul- furos pueden reducirse a sulthidrilos mediante la adición de un agente reductor, como el B-mercaptoetanol. Anfinsen y sus cola- boradores descubrieron que si eliminaban el plegamiento de la ribonucleasa A en presencia de B-mercaptoetanol y luego extraian tanto el desnaturalizante como el agente reductor por diálisis,
podían recuperar un alto grado de actividad enzimática. Si se su- pone que sólo una enzima con el plegamiento adecuado puede catalizar la hidrólisis de los enlaces fosfodiéster, la recuperación de la actividad demuestra que la cadena polipeptídica contiene toda la información necesaria para dictar la estructura plegada. Cuando Anfinsen y cols. primero extrajeron el B-mercaptoetanol, para permitir que los enlaces disulfuro volviesen a formarse, y luego eliminaron por diálisis el desnaturalizante, no consiguieron detectar actividad. Ocho cisteinas pueden aparearse en 105 for- mas distintas. Se esperaría que la formación de enlaces disulfuro en presencia del desnaturalizante permitiese que las cisteínas se apareasen al azar, lo que conduciría sobre todo a formas con enlaces disulfuro revueltos en lugar del apareamiento singular que se encuentra en la proteína nativa. Asf, la oxidación de la ribo- nucleasa A desplegada debería producir menos del 1% de la acti- vidad recuperada mediante la oxidación y la readquisición de ple- gamiento simultáneas. Esta expectativa concuerda con las obser- vaciones, lo que fortalece la conclusión fundamental de que solo cuando pueden formarse los contactos no covalentes nativos, cada cisteína encontrará su pareja adecuada.
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RECUADRO 6-4 FIGURA 1 El experimento de Anfinsen. La ribonucleasa A se representa en la parte superior izquierda como un diagrama de cintas que ilustra la estructura terciaria de^ la enzima^ (aquí los enlaces^ disulfuro^ aparecen^ en^ amarillo).^ El esquema^ correspondiente^ que^ aparece abajo, ilustra los diversos elementos estructurales^ secundarios^ y las ubicaciones^ de^ los cuatro^ enlaces^ disulfuro.^ La reducción^ de^ los disulfuros^ en presencia de un desnaturalizante despliega la cadena polipeptidica. La^ extracción^ del^ agente^ reductor^ en^ presencia^ y en^ ausencia^ de^ un^ desna- turalizante conduce a dos resultados bastante diferentes, como^ se describe^ en^ el texto.^ En^ el esquema^ los enlaces^ disulfuro se representan^ como líneas verdes y las cisteinas como circulos verdes.
esa cadena. En fisicoquímica se afirmaría que la estructura nativa tiene la menor energía libre que cualquier conformación posible.
Pronóstico de la estructura proteica a partir
de la secuencia de los aminoácidos
En principio, si la secuencia de los aminoácidos determina la estructura ple-
gada de una proteína, debería ser posible idear un método informático para
realizar lo mismo. Sin embargo, en la práctica, la tarea informática es desa- lentadora. Los comentarios que siguen^ explican^ por^ qué.^ Primero,^ podría imaginarse que^ un^ ordenador^ o computador^ sería^ capaz^ de^ calcular^ la estabi-
136 Capítulo 6
lidad (energía libre) de cada conformación posible de la cadena polipeptídi-
ca y luego escoger la que corresponda a un mínimo. En efecto, es posible cal-
cular las diversas fuerzas entre los átomos de una proteína que determinan
su estabilidad —enlaces de hidrógeno, contactos hidrófobos, etcétera-. No obstante, considérese una proteína pequeña de 100 residuos de aminoácidos e imagínese que cada residuo solo puede tener tres configuraciones (p. ej., hélice, hebra y otra). Entonces la cantidad de conformaciones posibles es de
alrededor de 3100 0 10%, cifras gigantescas, lo que desecha esta estrategia.
Segundo, se podría tratar de simular el proceso del plegamiento proteico, por medio de algún tipo de cálculo dinámico. Los esfuerzos para realizar esto comienzan a dar frutos en el caso de las proteínas pequeñas y con recursos informáticos avanzados; las respuestas constituyen buenas aproximaciones para algunos propósitos, pero todavía no son adecuadas para comprender todos los aspectos de la función. Es improbable que en el futuro cercano este tipo de método sea una forma práctica de pronosticar las estructuras de las proteínas complejas sólo a partir de sus secuencias de aminoácidos. Tercero,
si ya se conoce la estructura de una proteína homóloga semejante, podría
considerarse empezar con ella como una primera aproximación y cambiar por ordenador los residuos de aminoácidos para que coincidan con los de la proteína nueva que se quiere estudiar. Los cálculos informáticos de este tipo, que reciben el nombre de modelado por homología, adquirieron una practi- cidad relativa. Es obvio que su confiabilidad depende de la semejanza entre
las dos proteínas en cuestión y en la precisión deseada para el pronóstico.
CAMBIOS DE CONFORMACIÓN EN LAS PROTEÍNAS
La conformación plegada (o desplegada) de una proteína en condiciones par- ticulares es la que tiene la menor energía libre. Sin embargo, si el medio
ambiente de la proteína cambia, la conformación más estable también puede
cambiar. Ya se presentó un ejemplo —el desplegamiento y la readquisición del plegamiento de la ribonucleasa en respuesta a la adición y la extracción de
concentraciones muy altas de urea—. Modificaciones mucho menos drásticas
en el medio ambiente de una proteína también pueden inducir cambios de la
conformación importantes desde el punto de vista funcional. Por ejemplo,
cuando se le presenta su sustrato (la glucosa), la hexocinasa (enzima de un solo dominio) se cierra a su alrededor (Fig. 6-12). La formación de contactos de energética favorable con el sustrato torna la estructura cerrada más estable que la abierta, lo que desplaza la posición de un equilibrio dinámico de casi con exclusividad abierta a casi por completo cerrada.
FIGURA 6-12 Cierre de dominios en la enzima hexocinasa. Los dos lóbulos de la hexocinasa, una
enzima que transfiere un fosfato a la glucosa, se acercan entre sí (flechas rojas) cuando se une el sus-
trato (glucosa). (Izquierda) La enzima antes de unirse a la glucosa. (Derecha) Luego de unirse a la
glucosa (ilustrada en representación de superficie, en rojo, en el receso catalítico de la enzima). La
cadena polipeptídica aparece en los colores del arcoltis desde el azul (extremo amino) hasta el rojo
(extremo carboxilo). Nótese que la cadena plegada va y vuelve dos veces entre los dos lóbulos.
Imágenes preparadas con PyMOL (Schródinger, LLC).
138 Capitulo 6
FIGURA 6-13 Reconocimiento del DNA por el represor del bacteriófago 1. a) Las secuencias de nudeótidos de los seis sitios
del DNA (“operadores”) en el genoma de A
que se unen al represor de A. Cada sitio es
más o menos un “palíndromo” -la secuen- cia de bases es la misma (con algunas des-
viaciones) cuando se lee en dirección 5’ a
3' desde cualquiera de los dos extremos—.
El “hemisitio” a la derecha de la secuencia superior (OR1) y el hemisitio a la izquierda de la secuencia inferior (OR3), correspon- den al mejor consenso de todos los hemisi- tios. Debido a que la longitud global es un número impar (17 pares de bases), el par de bases central es por necesidad una excepción a un palíndromo perfecto. b) El dominio (amino terminal) de unión al DNA del represor de 4, unido al DNA operador. Cada subunidad es un cúmulo de cinco hélices a. Dos de estas (en azul claro en la subunidad de arriba) forman un motivo héli- ce-vuelta-hélice; la primera de las dos se extiende de un lado del surco mayor al otro
y la segunda se ubica dentro del surco, casi
paralela a su dirección principal. c) Interac-
ciones polares (enlaces de hidrógeno y
puentes salinos) entre residuos en el moti-
vo hélice-vuelta-hélice y el DNA (tanto co-
lumna de pentosas-fosfatos como bases).
La proteina encaja bien en el surco mayor
solo cuando los contactos de los pares de bases coinciden con los grupos en la pro- teína que están frente a ellos. Imágenes pre- paradas con PyMOL (Schródinger, LLC).
FIGURA 6-14 Propiedades de los pares de bases del DNA en los surcos mayor y menor. Los cuatro pares de bases del DNA, con rétulos en los grupos en los surcos ma- yor y menor que pueden determinar contac- tos específicos: a, aceptador de enlace de hidrógeno; d, donante de enlace de hidró- geno; m, grupo metilo (contacto de van der
Waals). Los enlaces de hidrógeno se mues-
tran como líneas de puntos. En el surco
mayor, cada uno de los cuatro pares de bases presenta un patrón definido: T:A, m-a-d-a; A:T, a-d-a-m; C:G, d-a-a; G:C, a-a-d. Dos ejemplos particulares de complementa- riedad de cadenas laterales de aminoácidos
se ilustran con los pares T:A y C:G. Estos dos
modos de reconocimiento de pares de bases (señalados en 1976 por Seeman,
Rosenberg y Rich) se producen con alguna
frecuencia pero la mayor parte de los casos
de reconocimiento especifico del DNA com- prenden un conjunto más complejo de con-
tactos. En el surco menor, T:A y AT presen-
tan igual patrón de contactos posibles (a-a); del mismo modo, C:G y G:C (a-d-a). Por consiguiente, el reconocimiento del DNA específico de secuencia suele comprender contactos del surco mayor.
oL
oL
T A T A T A T A
[oF G T
A D
B~
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00
20
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00
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MO
(^) TOT AGA ACEC TGG ACEC TGG ACC T GG ACEC TE ACC TGG
Desoxi- 7 rribosa
Desoxi- 7 rribosa
G G[CGGTGATA
C C|IS CCACTATÍS
G T GCGTGAETTEAG
C ACEGCACAAC
G CAAGECGATA
CETTCECCTAT
G C CAGTGGTA
CGGTCACCAT
G G CAGAGATA
C CGETCTCTAT
G C AGATGGTT
C G TCTACCAA
a
Desoxi-
mibosa
H a
d
Menor
H a Desoxi-
HQ — mibosa
Desoxi-
mibosa
—H— H
H O--H— H
a * ¿h
Mayor
cadenas laterales de la hélice de reconocimiento para asegurar esta comple-
mentariedad.
La complementariedad de las cadenas laterales proteicas y las bases del
DNA difieren mucho de lacomplementariedad de las dos bases en un par de
ellas. Cada base del DNA tiene una complementaria exclusiva, de modo tal
que el establecimiento de sus enlaces de hidrógeno es consistente con la geo- metría de una hélice doble no distorsionada. En cambio, hay varias maneras en que las proteínas reconocen una base particular o incluso una secuencia de bases especifica. Además, como lo ilustran las secuencias diferentes de los sitios de unión del represor, la misma estructura proteica puede ajustarse de manera leve para crear complementariedad con una secuencia de bases con modificación leve (con cierto costo en laafinidad). En consecuencia, no hay un “código” para el reconocimiento del DNA por las proteínas —solo un con-
junto de temas recurrentes, como lapresentación de las cadenas laterales pro- teicas por una hélice a insertada en el surco mayor del DNA-.
El represor de Ailustra una característica general de las proteínas que reco-
nocen secuencias específicas del DNA: tienen dominios de unión al DNA
relativamente pequeños, por lo general vinculados a un dominio adicional o
más con funciones definidas, como oligomerización o interacción con otras proteínas.
iil. Proteinas con dedos de cinc El dominio de reconocimiento del DNA más
abundante en muchos eucariontes es un módulo pequeño conocido como
dedo de cinc (Fig. 6-15a). Estos dominios suelen presentarse en tándem, con segmentos conectores cortos entre ellos. Los conectores son flexibles; cuando las proteínas se unen al DNA, se ordenan. Los 30 residuos, más o menos, de cada dedo de cinc apenas son suficientes para crear un núcleo hidrófobo, y el ion cinc en el centro es necesario para mantener el dominio plegado. Dos cisteínas y dos histidinas coordinan el Zn**. Dado que las proteínas intrace-
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MERPYACPVES CDRRFSRSDELTR HIR IHTGQK PFQCR1I--CMRNFSRSDHLTTHIRTHTGE K PFACDI-- CGRKFARSDERK RHTKIHLRQKD
FIGURA 6-15 Motivos en dedos de cinc. a) El motivo en dedo de cinc Cys2His2 ylassecuencias endedo Zif268. En la parte superior se muestra un diagrama de^ cintas deldedo 2, incluidas lasdos cadenas laterales de^ cisteina^ (en amarillo) ylas dos cadenas laterales dehistidina^ (en rojo) que coor- dinan el ion^ cinc (esfera plateada). Las cadenas laterales deresiduos iundam‘eptales es‘tablecer\ con-
tactos con bases en el surco mayor del DNA (los números identificansu posición relacionada con el
iniciodelahélice de reconocimiento). Abajose muestra laalineación de lasecuencia de aminoácidos delos tres dedos deZif268^ con las cisteínasehistidinas conservadas^ (ambos^ aminoácidos sedesta- can en negrita). En laparte inferior^ del diagrama seindican loselementos es_zrucmra\es secundarios. b) A la izquierda se^ ilustra el complejo^ Zif268-DNA, con los^ tres dedos decinc de^ Zif268 uv‘udos al
surco mayor delDNA. La separación entre losdedos esde^3 pares de bases ;DNA (en azul);dedos
1 (en rojo),^2 (en amarillo) y 3 (en^ púrpura); los iones cinc coordinados (esferas^ plateadas).
La
secuencia de DNA del^ sitiode^ unión^ para^ Zif268 ilustradaa^ la derecha tiene^ un código de^ color^ para indicar loscontactos de^ bases^ para^ cada^ dedo.^ (Pabo C.O. et al.2001.^ Annu. Rev. Biochem.^ 70:;\3-
340, laFig. 6-15a eslaFig.^1 de la p.315; laFig. 6-15b esla Fig.^2 de la p. 316. © Annual Reviews.
Reproducido con autorización).
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